Использование трансгенных растений Arabidopsis thaliana-GFP-ABD2 в экспериментах по изучению цитоскелета в условиях моделированной микрогравитации
Рубрика:
| Шевченко, ГВ, Кордюм, ЕЛ |
| Косм. наука технол. 2012, 18 ;(6):51–56 |
| https://doi.org/10.15407/knit2012.06.051 |
| Язык публикации: русский |
Аннотация: Использование трансформированных растений Arabidopsis thaliana-GFP-ABD2 в экспериментах по исследованию влияния моделируемой микрогравитации (клиностатування) на цитоскелет выявило взаимодействие актиновых микрофиламентов с другими элементами цитоскелета, а именно с тубулиновых микротрубочками. Исследования показали, что взаимодействие между Микрофиламентов и микротрубочками имеет важное значение для роста клеток в дистальной зоне растяжения корня. Взаимодействие между элементами цитоскелета в условиях стационарного контроля отличается от таковой в условиях клиностатування. Обсуждается возможный механизм данного взаимодействия
|
| Ключевые слова: микрофиламенты, моделированная микрогравитация, трансгенное растение Arabidopsis thaliana-GFP-ABD2, цитоскелет |
References:
1. Таирбеков М. Г. Гравитационная биология клетки (теория и эксперимент). — М., 1997. —128 с.
2. Таирбеков М. Г. Вероятные механизмы гравитационной чувствительности клеток. // Докл. Акад. наук. — 2000. — 375, № 1. — С. 121 — 124.
3. Baluška F., Mancuso S., Volkmann D., Barlow P. W. Root apex transition zone: a signalling — response nexus in the root // Trends Plant Sci. — 2010. — 15, N 7. — P. 402 — 408.
4. Baluška F., Volkmann D., Barlow P. A polarity crossroad in the transition growth zone of maize root apices: cytoskeletal and developmental implications // J. Plant Growth Regul. — 2001. — 20. — P. 170—181.
5. Blancaflor E. B. Cortical actin filaments potentially interact with cortical microtubules in regulating polarity of cell expansion in primary roots of maize (Zea mays L.) // J. Plant Growth Regul. — 2000. — 19. — P. 406—414.
6. Blancaflor E. B. The cytoskeleton and gravitropism in higher plants // J. Plant Growth Regul. — 2002. — 21. — P. 120—136.
7. Blancaflor E. B., Wang Y-S., Motes C. M. Organization and function of the actin cytoskeleton in developing root cells // Int. Rev. Cytol. — 2006. — 252. — P. 219—264.
8. Collings D., Lill A., Himmelspach R., Wasteneys G. Hypersensitivity to cytoskeletal antagonists demonstrates microtubule-microfilament cross-talk in the control of root elongation in Arabidopsis thaliana // New Phytologist. — 2006. — 170. — P. 275—290.
9. Fu Y., Gu Y., Zheung Z., Wasteneys G., Yang Z. Arabidopsis interdigitating cell growth requires two antagonistic pathways with opposing action on cell morphogenesis // Cell. — 2005. — 120. — P. 687—700.
10. Higaki T., Sano T., Hasezawa S. Actin microfilament dynamics and actin side-binding proteins in plants // Curr. Opin. Cell Biol. — 2007. — 10, N 6. — P. 549—556.
11. Kordyum E. L. Biology of plant cells in microgravity and under clinostating // Int. Rev. Cytol. — 1997. — 171. — P. 1—78.
12. Lang T., Wacker I., Wunderlich I., et al. Role of actin cortex in the subplasmalemmal transport of secretory granules in PC-12 cells // Biophys. J. — 2000. — 78. — P. 2 8 63 —2 877.
13. Li Ya., Shen Yu, Cai Ch., Zhong Ch., Zhu L., Yuan M., Rena H. The type II Arabidopsis formin14 interacts with microtubules and microfilaments to regulate cell division // Plant Cell. — 2010. — 22. — P. 2710—2726.
14. Lloyd C. W., Chan J. Microtubules and the shape of plants to come // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. — 2004. — 5. — P. 13 —23.
15. Mancuso S., Marras A. M., Magnus V., Baluška F. Noninvasive and continuous recordings of auxin fluxes in intact root apex with a carbon nanotube-modified and self-referencing microelectrode // Analytical Biochemistry. — 2005. — 341. — P. 344—351.
16. Muday G. K., Murphy A. S. An emerging model of auxin transport regulation // Plant Cell. — 2002. — 14. — P. 293— 299.
17. Petraśek J., Schwarzerova K. Actin and microtubule cytoskeleton interactions // Curr. Opin. Plant Biol. — 2009. — 12. — P. 728—734.
18. Saedler R., Mathur N., Srinivas B. P., et al. Actin control over microtubules suggested by DISTORTED2 encoding the Arabidopsis ARPC2 subunit homolog // Plant Cell Physiol. — 2004. — 45. — P. 813—822.
19. Sampathkumar A., Lindeboom J., Debolt S., et al. Live cell imaging reveals structural associations between the actin and microtubule cytoskeleton in Arabidopsis // Plant Cell. — 2011. — 23. — P. 2302—2313.
20. Schwab B., Mathur J., Saedler R., et al. Regulation of cell expansion by the DISTORTED genes in Arabidopsis thaliana: actin controls the spatial organization of microtubules // Mol. Gen. Genomics. — 2003. — 269. — P. 350—360.
21. Shevchenko G. Patterns of cortical microtubules formed in epidermis of Beta vulgarisroots under clinorotation // Adv. Space Res. — 1999. — 24. — P. 739—742.
22. Shevchenko G., Kalinina Ia., Kordyum E. L. Interrelation between microtubules and microfilaments in the elongation zone of Arabidopsisroot under clinorotation // Adv. Space Res. — 2007. — 39. — P. 1171—1175.
23. Smith L. G., Oppenheimer D. G. Spatial control of cell expansion by the plant cytoskeleton // Annu. Rev. Cell Dev. Biol. — 2005. — 21. — P. 271—295.
24. Wang Y. S., Yoo C. M., Blancaflor E. B. Improved imaging of actin filaments in transgenic Arabidopsisplants expressing a green f luorescent protein fusion to the C- and N-termini of the fimbrin actin-binding domain // New Phytol. — 2008. — 177.— P. 525—536.
25. Wasteneys G., Galway M. Remodeling the cytoskeleton for growth and form: an overview with some new views // Annu. Rev. Plant Biol. — 2003. — 54. — P. 691—722.
26. Wasteneys G. O., Yang Z. New views on the plant cytoskeleton // Plant Physiol. — 2004. — 136. — P. 3884—3891.