Чувствительность липидных рафтов клеток растений к влиянию моделированной микрогравитации (клиностатирование)

Кордюм, ЕЛ, Клименко, ЕН, Булавин, ИВ, Жупанов, ИВ, Жупанов, ИВ, Воробьева, ТВ, Рюланд, Э
Косм. наука технол. 2018, 24 ;(4):48-58
https://doi.org/10.15407/knit2018.04.051
Мова публікації: Украинский
Анотація: 
Растения как источник  кислорода и пищи для космонавтов признаны ключевым компонентом биорегенеративных систем жизнеобеспечения. Биологические мембраны, в первую очередь цитоплазматическая мембрана (ЦМ), по своим свойствам и функциям могут играть важнейшую роль  в адаптации растений к микрогравитации.  Доказано наличие в ЦМ функциональных доменов, получивших название “липидных рафтов.” Предполагается, что рафты модулируют  белковые взаимодействия и таким образом включаются в многочисленные жизненно важные клеточные процессы. Исследования липидных рафтов  способствуют  выяснению биохимических процессов, происходящих в клеточных мембранах в норме и в ответах на стресс.
        Наша статья затрагивает такую проблему как познание степени гравичувствительности основных клеточных процессов и адаптивного потенциала растений в условиях микрогравитации, что крайне необходимо для разработки технологий  космического растениеводства в биорегенеративных системах жизнеобеспечния. Цель работы - выяснить степень гравичувствительности  липидных рафтов растительных клеток по таким показателям как состав и содержание насыщенных и ненасыщенных жирных кислот и стеринов.
        Материалы и методы исследования применены к проросткам гороха Pisum sativum L. сорта Берсек, который выращивали в течение 6-ти суток в контроле и условиях медленного горизонтального клиностатирования. На седьмые сутки  у проростков отрезали корни, выделяли из них фракцию ЦМ, из которой получали  фракцию рафтов с использованием центрифуги “Оptima L-90K“. Фракцию рафтов  исследовали методами  электронной микроскопии с помощью электронного микроскопа JEM 1230 (“JЕОL”, Япония) и  газовой хроматографии на аппарате HRGC 5300 (“Carlo Erba Instruments”, Італія).
         Показано, что рафты имеют вид тонких ленточек длиной от 80 до 100 нм и ширино1 от 6 до 13 нм. В условиях клиностатирования качественный состав основных жирных кислот во фракции рафтов не изменялся, различия отмечены в их процентном содержании. Под влиянием моделируемой микрогравитации во фракции рафтов, как и в стационарном контроле,  содержание насыщенных кислот было больше содержания ненасыщенных и увеличивалось, особенно пальмитиновой кислоты, соответственно уменьшался процент ненасыщенных жирных кислот, особенно арахидоновой кислоты. Отмечено уменьшение содержания моноеновых ненасыщенных жирных кислот по сравнению с контролем,  срели полиеновых жирных кислот наибольший процент составляли тетраеновые жирные кислоты. В условиях клиностатирования процент  холестерина во фракции рафтов увеличивался  в 7 раз по сравнению с контролем.
          Впервые установлено значительное повышение содержания холестерина и насыщенных жирных кислот  в липидных рафтах в условиях клиностатирования, что может быть свидетельством усиления жесткости рафтов и таким образом изменений проницаемости ЦМ, селективности и активности соответствующих белков. Повышение жесткости рафтов происходит на фоне поддержания микровязкости самой мембраны на нормальном уровне. Предлагается уделить значительное внимание изучению роли липидных рафтов в гравичувствительности растительных клеток.
Ключові слова: Pisum sativum, жирные кислоты, клиностатирование, рафты, стерины, цитоплазматическая мембрана
References: 
 1. Кордюм Є. Л., Недуха О. М., Грахов В. П., Мельник А. К., Воробйова Т. В., Клименко О. М., Жупанов І. В. Дослідження впливу модельованої мікрогравітації на біліпідний шар цитоплазматичної мембрани рослинних клітин // Космічна наука і технологія. — 2015. — 21, № 3. — С. 40—47.
2. Полулях Ю. А. Содержание фосфолипидов и жирных кислот в плазматической мембране клеток корней гороха при клиностатировании // Докл. АН УССР. Сер. Биол. — 1988. — 10. — C. 67—69.
3. Bhat R., Panstruga R. A. Lipid rafts in plants // Planta. — 2005. — 223. — P. 5—1.
4. Bligh E. Y., Dyer W. J. A rapid method of total lipid extraction and purification // Can. J. Biochem. Physiol. — 1959. — 37. — P. 911—917.
5. Borner G. H. H., Sherrier D. J.,Weimar T., Michaelson L. V., Hawkins N. D., Macaskill A., et al. Analysis of detergentresistant membranes in Arabidopsis. Evidence for plasma membrane lipid rafts // Plant Physiol. — 2005. — 137. — P. 104—116.
6. Brown D. A., London E. Functions of lipid rafts in biological membranes // Annu. Rev. Cell Dev. Biol. — 1998. — 14. — P. 111—136.
7. Cacas J.-L., Furt F., Le Guédard M., Schmitter J. M., Buré C., Gerbeau-Pissot P. Lipids of plant membrane rafts // Progress in Lipid Res. — 2012. — 51. — P. 272—299.
8. Carde J.-P. Electron microscopy of plant cell membranes // Methods Enzymol / Eds L. Packer, R. Douce. — USA: Acad. Press Inc., 1987. — 148. — P. 599—622.
9. Demir F., Horntrich C., Blachutzik J. O., Scherzer S., Reinders Y., Kierszniowska S., et al. Arabidopsis nanodomaindelimited ABA signaling pathway regulates the anion channel SLAH3 // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. — 2013. — 110, N 20. — P. 8296—8301.
10. Edidin M. Lipids on the frontier: a century of cellmembrane bilayers // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. — 2003. — 4. — P. 414—418.
11. Engelman D. M. Membranes are more mosaic than fluid // Nature — 2005. — 438. — P. 578—580.
12. Ferl E. J., Wheeler R. M., Levine H. G., Paul A. L. Plants in space // Curr. Opin. Plant Biol. — 2002. — 5. — P. 259—263.
13. Fujiwara M., Hamada S., Hiratsuka M., Fukao Y., Kawasaki T., Shimamoto K. Proteome analysis of detergent-resistant membranes (DRMs) associated with OsRac1-mediated innate immunity in rice // Plant Cell Physiol. — 2009. — 50. — P. 1191—1200.
14. Furt F., Lefebvre B., Cullimore J., Bessoule J.-J., Mongrand S. Plant lipid rafts // Plant Signal Behav. — 2007. — 2, N 6. — P. 508—511.
15. Goldermann M., Hanke W. Ion channel are sensitive to gravity changes // Microgravity Sci. Technol. — 2001. — 13.— P. 35—38.
16. Grennan A. K. Lipid rafts in plants // Plant Physiol. — 2007. — 143, N 3. — P. 1083—1085.
17. Gutierrez-Carbonell E., Takahashi D., Lüthje S., GonzálezReyes J. A., Mongrand S., Contreras-Moreira B., et al. Shotgun proteomic approach reveals that Fe deficiency causes marked changes in the protein profiles of plasma membrane and detergent-resistant microdomain preparations from Beta vulgaris roots // J. Proteome Res. — 2016. — 15, N 8. — P. 2510—2524.
18. Iswanto A. B., Kim J. Y. Lipid raft, regulator of plasmodesmal callose homeostasis // Plants (Basel). — 2017. — 6, N 2. — 15. — doi: 10.3390/plants6020015.
19. Kittang A.-I., Iversen T. H., Fossum K. R., Mazars C., CarneroDiaz E., Boucheron-Dubuisson E., et al. Exploration of plant growth and development using the European Modular cultivation System facility on the International Space Station // J. Plant Biology. — 2014. — 16, N 3. — P. 528—538.
20. Kordyum E. L. Biology of plant cells in microgravity and under clinostating // Int. Rev. Cytol. — 1997. — 171. — P. 1—78.
21. Kordyum E. L. Plant cell gravisensitivity and adaptation to microgravity // J. Plant Biology. — 2014. — 16, Suppl. 1. — P. 79—90.
22. Kraft M. L. Plasma membrane organization and function: moving past lipid rafts // Mol. Biol. Cell. — 2013. — 24, N 18. —2765—2768.
23. Larsson Ch., Sommarin M., Widell S. Isolated of highly purified plant plasma membranes and separation of inside-out and right-side-out vesicles // Methods in Enzymology. — 1994. — 228. — P. 451—469.
24. Lefebvre B., Furt F., Hartmann M.-A., Michaelson L. V., Carde J.-P., Sargueil-Boiron F., et al. Characterization of lipid fafts from Medicago truncatula root plasma membranes: a proteomic study reveals the presence of a raftassociated redox system // Plant Physiol. — 2007. — 144, N 1. — P. 402—418.
25. Lingwood D., Simons K. Lipid rafts as a membrane-organizing principle // Science. — 2010. — 327, N 5961. — P. 46—50.
26. Mongrand S., Morel J., Laroche J., Claverol S., Carde, J. P. Hartmann M. A., et al. Lipid rafts in higher plant cells: purification and characterization of Triton X-100- insoluble microdomains from tobacco plasma membrane // J. Biol. Chem. — 2004. — 279. — P. 36277—36286.
27. Mongrand S., Stanislas T., Bayer E. M., Lherminier J., Simon-Plas F. Membrane rafts in plant cells // Trends Plant Sci. — 2010. — 15, N 12. — P. 656—663.
28. Morel J., Claverol S., Mongrand S., Furt F., Fromentin J., Bessoule J.-J., et al. Proteomics of plant detergent-resistant membranes // Mol. Cell. Proteomics. — 2006. — 5. — P. 1396—1411.
29. Paul A. L., Zupanska A. K., Schultz E., Ferl R. J. Organspecific remodeling of the Arabidopsis transcriptome in response to spaceflight BMC // Plant Biol. — 2013. — 13. — P. 112—122.
30. Peskan T., Westermann M., Oelmulle R.r Identification of low-density Triton X-100-insoluble plasma membrane microdomains in higher plants // Eur. J. Biochem. — 2000. — 267. — P. 6989—6995.
31. Seifert G. J., Xue H., Acet T. The Arabidopsis thaliana fasciclin like arabinogalactan protein 4 gene acts synergistically with abscisic acid signalling to control root growth // Ann. Bot. — 2014. — 114, N 6. —P. 1125—1133.
32. Sieber M., Hanke W., Kohn F. P. M. Modification of membrane fluidity by gravity // Open J. Biophysics. — 2014.— 4.—P. 105—111.
33. Simons K., Ikonen E. Functional rafts in cell membranes // Nature. — 1997. — 387. — P. 569—572.
34. Sprenger R. R., Jensen O. N. Proteomics and the dynamic plasma membrane: quo vadis? // Proteomics. — 2010. — 10. — P. 3997—4011.
35. Srivastava V., Malm E., Sundqvist G., Bulone V. Quantitative proteomics reveals that plasma membrane microdomains from poplar cell suspension cultures are enriched in markers of signal transduction, molecular transport, and callose biosynthesis // Mol. Cell Proteomics. — 2013. — 12, N 12. — P. 3874—3885.
36. Takahashi D., Kawamura Y., Yamashita T., Uemura M. Detergent-resistant plasma membrane proteome in oat and rye: similarities and dissimilarities between two monocotyledonous plants // J. Proteome Res. — 2012. — 11, N 3. —P. 1654—1665.
37. Wheeler R. M. Plants for human life support in space: from Myers to Mars // Gravit. Space Biol. — 2010. — 23. — P. 25—35.